Pracownia specjalistyczna

T

brak

Metody:

• podające: wykład informacyjny i problemowy z elementami prezentacji multimedialnych

• praktyczne: ćwiczenia laboratoryjne

• eksponujące: pokaz

• wspierające rozwój kompetencji społecznych: dyskusja

Szczegółowe kryteria oceny poszczególnych sposobów oceny podają studentom poszczególni prowadzący.

Ocena końcowa jest średnią arytmetyczną z ocen w poszczególnych kategoriach przyznanych niezależnie przez pracownika prowadzącego seminarium i osoby współprowadzące.

Kryteria oceniania osiągnięcie wyniku:

0% - 59,9% - ocena niedostateczna (2)

60,0% - 69,9% - ocena dostateczna (3)

70,0% - 74,9% - ocena dość dobra (3,5)

75,0% - 84,9% - ocena dobra (4)

85,0% - 89,9% - ocena ponad dobra (4,5)

90,0% - 100% - ocena bardzo dobra (5)

Metodą weryfikacji osiągnięcia przedmiotowych efektów uczenia się jest ocena końcowa z pracowni wynikająca z ocen cząstkowych przyznanych niezależnie przez pracownika prowadzącego pracownię i osoby współprowadzące, uzyskiwanych przez studenta, Ustalone zostaną przez prowadzących w poszczególnych Instytutach Wydziału Biologii i Ochrony Środowiska UŁ.

Weryfikacja przedmiotowych efektów uczenia się odpowiadających efektom kierunkowym: 04K-1A_W01, 04K-1A_W02, 04K-1A_W03, 04K-1A_W04, 04K-1A_W06, 04K-1A_W08, 04K-1A_W09, 04K-1A_W11, 04K-1A_W13, 04K-1A_W14, 04K-1A_U01, 04K-1A_U03, 04K-1A_U04, 04K-1A_U06, 04K-1A_U08, 04K-1A_U12, 04K-1A_K01, 04K-1A_K03, 04K-1A_K05, 04K-1A_K07.

W poszczególnych instytutach proponowane są następujące moduły do wyboru przez studentów:

- Instytut Ekologii i Ochrony Środowiska:

Moduł 1

• Różnorodność biologiczna grzybów i glonów w ekosystemach o zróżnicowanym stopniu nasilenia antropopresji, ze szczególnym uwzględnieniem roli wskaźnikowej tych organizmów.

• Archeologia kryminalistyczna, entomologia i paleoklimatologia w badaniach nad rozwojem cywilizacji europejskiej od mezolitu do XX w.

• Ocena jakości i zanieczyszczenia wód z wykorzystaniem organizmów wskaźnikowych

• Pobieranie i archiwizowanie prób biologicznych wykorzystywanych w analizach genetycznych, Metody izolacji DNA, Zasady techniki PCR, Niestabilność mikrosatelitarna jako marker w ocenie genotoksycznego oddziaływania metali ciężkich u wybranych gatunków dziuplaków wtórnych.

Moduł 2

Wprowadzenie do podstawowych sposobów oceny rozwoju biologicznego człowieka i metod monitoringu warunków życia populacji ludzkich.

• Awifauna Polski. Obrączkowanie ptaków jako podstawowa metoda ornitologicznych badań terenowych. Synurbizacja ptaków. Ptasie migracje.

• Wprowadzenie do identyfikacji gatunków na podstawie makrośladów botanicznych

• Rozpoznawanie roślin - podstawowe narzędzia i metody. Różnice między roślinami naczyniowymi a zarodnikowymi. Planowanie badań terenowych. Zielnik - podstawa dokumentacji badań w terenie.

- Instytut Biochemii:

Moduł 1

1) Fizjologia i patofizjologia procesu krzepnięcia. Analiza wybranych parametrów hemostazy w kontekście przedawkowania leków lub innych substancji wpływających na krzepliwość krwi.

Treści kształcenia: Wprowadzenie do fizjologii hemostazy: mechanizmy prowadzące do wykrzepienia krwi i substancje zaburzające ten proces. Pomiary i znaczenie diagnostyczne czasu trombinowego, protrombinowego i czasu częściowej tromboplastyny po aktywacji w przypadku materiału od osób zdrowych i po zatruciach. Rola normalizacji wyników w zestawianiu i porównywaniu danych z różnych laboratoriów. Fibrynogen – białko ostrej fazy. Poziom osoczowego fibrynogenu jako jeden z markerów ryzyka zakrzepicy. Oznaczanie stężenia fibrynogenu w osoczu metodą Claussa z wykorzystaniem metodyki diagnostycznej. Ocena dynamiki i sprawności działania osoczowego układu krzepnięcia w warunkach fizjologicznych i patologicznych (hydroliza fibrynogenu i tworzenie skrzepu fibrynowego).

2) Wykrywanie leków i substancji pochodzenia roślinnego w materiale biologicznym

3) Badanie pokrewieństwa za pomocą analizy powtórzeń minisatelitarnych na przykładzie locus D1S280

Moduł 2

1) Monitorowanie parametrów układu hemostazy w ocenie ryzyka zakrzepicy lub krwotoku po intoksykacji. Oznaczanie aktywności wybranych czynników krzepnięcia krwi za pomocą koagulometru.

Treści kształcenia: Hemostaza osoczowa - analiza punktów kluczowych w kaskadzie krzepnięcia krwi ze wskazaniem etapów blokowanych przez leki i toksyny. Zaburzenia hemostazy w przypadku zatrucia substancjami silnie hepatotoksycznymi. Koagulometry - zapoznanie z budową i zasadą działania. Profil koagulologiczny osocza krwi – pomiary i interpretacja wyników. Oznaczanie czasu wykrzepiania osocza po aktywacji zewnątrz- i wewnątrzpochodnego szlaku krzepnięcia. Toksyny o działaniu antykoagulacyjnym. Układ fibrynolizy jako naturalny mechanizm kontrolujący ilość tworzonego włóknika oraz element fizjologicznej i patologicznej przebudowy tkanek. Oznaczanie aktywności plazminy metodą z użyciem syntetycznego chromogenu w osoczu osób zdrowych i materiale patologicznym.

2) Analiza polimorfizmów pojedynczych nukleotydów wykorzystywanych w kryminalistyce przy użyciu sond TaqMan

3) Identyfikacja osobnicza za pomocą analizy powtórzeń mikrosatelitarnych na przykładzie genów PLA2A1, CYP19, TPOX, TH01 oraz vWF

- Instytut Biofizyki:

Moduł 1

1. Genotoksyczność czynników chemicznych i fizycznych – uszkodzenia DNA – metoda kometowa

2. Analiza ekspresji genu. Izolacja RNA klasyczną metodą z TRIZOLem i przy użyciu testu

3. Wykorzystanie polimerazowej reakcji łańcuchowej w badaniach kryminalistycznych (gradientowy PCR, Real-Time PCR

4. Zastosowania cytometrii przepływowej w kryminalistyce

5. Zatrucia fenolami. Markery zatrucia związkami fenolowymi. Oznaczanie ilościowe p-nitrofenolu.

Moduł 2

1. Peroksydacja lipidów jako wskaźnik uszkodzeń oksydacyjnych

2. Analiza ekspresji genu na poziomie białka (technika Western blotting)

3. Oznaczanie płci z wykorzystaniem testu PCR (izolacja DNA genomowego)

4. Fizykochemiczne metody wykrywania śladów

5. Izolowanie i oznaczanie fenoli w wodzie, ekstrakcja na sączkach C18, rozdział chromatograficzny, densytometria i ilościowy opis frakcji (specjalistyczne oprogramowanie komputerowe do analizy frakcji)

- Instytut Mikrobiologii, Biotechnologii i Immunologii:

Moduł 1

„Techniki mikrobiologiczne w kryminalistyce”

Zasady BHP w pracy z drobnoustrojami. Standardy aseptyki i antyseptyki, właściwy ubiór, sterylizacja i dezynfekcja w prawidłowym zabezpieczeniu miejsca zdarzenia. Podstawowe pojęcia mikrobiologiczne. Zasady izolacji drobnoustrojów z różnych środowisk i materiałów istotnych w postępowaniu kryminalistycznym (powierzchnie stałe, materiały sypkie i płynne, tekstylia). Metody oparte na wymazach, odciskach, zawiesinach, rozcieńczeniach, filtracji. Zasady przechowywania i transportu próbek do laboratorium. Praca z drobnoustrojami. Pożywki, posiewy i hodowle mikrobiologiczne, morfologia makro- i mikroskopowa drobnoustrojów, rodzaje preparatów mikroskopowych, barwienie metodą Grama. Podstawy diagnostyki mikrobiologicznej. Metody identyfikacji drobnoustrojów w oparciu o aktywność enzymatyczną (podłoża różnicujące, wybiórcze, chromogenne, mikrotesty diagnostyczne), metody molekularne w diagnostyce – genetyczne, proteomiczne, lipidomiczne.

Moduł 2

„Podstawy mikrobiologii w kryminalistyce”

Zasady bezpiecznej pracy z materiałem zakaźnym. Zagrożenia, niebezpieczeństwa i korzyści wynikające z laboratoryjnych metod hodowli drobnoustrojów. Charakterystyka warunków wzrostu drobnoustrojów: rodzaju substancji odżywczych, źródeł energii, dostępności wody, tlenu i jonów nieorganicznych, odpowiedniej temperatury i pH. Hodowle beztlenowców i tlenowców. Przyjęte standardy w izolacji bakterii z różnych materiałów, cele i sposoby otrzymywania czystych kultur. Morfologia i podziały komórek bakterii i grzybów. Obserwacje mikroskopowe (mikroskop świetlny, kontrastowo-fazowy, fluorescencyjny) i sposoby barwienia drobnoustrojów. Struktura komórek bakteryjnych (budowa błony i ściany komórkowej, otoczek i warstwy S, rzęsek, fimbrii i innych składników bakterii). Formy przetrwalne - charakterystyka, znaczenie i cechy umożliwiające ich zastosowania w bioterroryźmie. Ocena wielkości i kształtu bakterii. Przegląd wybranych grup bakterii korzystnych i niekorzystnych dla człowieka.

- Instytut Biologii Eksperymentalnej:

Moduł 1

„Cytochemiczne i molekularne techniki stosowane w biologii kryminalistycznej” (20,8 godz.)

1 ćw. (Katedra Cytofizjologii) Techniki mikroskopowe stosowane w badaniu próbek pochodzenia roślinnego (mikroskopia świetlna, fluorescencyjna, konfokalna i elektronowa). Identyfikacja i analiza:- materiału organicznego i nieorganicznego, - komórek/tkanek żywych i martwych,- komórek prokariotycznych (bakterii i sinic) i eukariotycznych (grzybów, roślin i zwierząt) oraz tkanek. Badanie składu próbek na poziomie makro- i mikroskopowym z użyciem barwieniowych technik obrazowania.

2 ćw. (Katedra Biotechnologii Molekularnej i Genetyki) Elektroforeza w żelu poliakrylamidowym białek wyizolowanych różnymi metodami, porównanie zakresu ekstrakcji i wydajności procedur; techniki elektroforetyczne (teoria): SDS-PAGE, NuPAGE, AU-PAGE, ogniskowanie izoelektryczne (IEF), 2DE; wizualizacja: wysrebrzanie i wybarwianie białek CBB. Immunodetekcja białek – Western Blot

3 ćw. (Katedra Fizjologii i Biochemii Roślin) Analiza składu chemicznego badanych próbek pochodzenia roślinnego – wykrywanie związków toksycznych (trucizn) (technika HPLC).

4 ćw. (Katedra Neurobiologii) Testy behawioralne – lęk i agresja

5 ćw. (Katedra Neurobiologii) Technika HPLC (materiał zwierzęcy – monoaminy i metabolity).

Moduł 2

„Metody biologii molekularnej stosowane w badaniach materiału biologicznego” (20,8 godz.)

1 ćw. (Katedra Cytofizjologii) Identyfikacja geno- i cytotoksycznych uszkodzeń materiału roślinnego. Analiza próbek na poziomie makro- i mikroskopowym z użyciem barwieniowych technik obrazowania.

2 ćw. (Katedra Fizjologii i Biochemii Roślin) Wykrywanie środków ochrony roślin i metabolitów (technika HPLC).

3 ćw. (Katedra Biotechnologii Molekularnej i Genetyki) Zasady prowadzenia hodowli komórkowych. Metody hodowli limfocytów, wykonywanie testów i analiza preparatów chromosomowych; techniki różnicowego barwienia chromosomów. Charakterystyka testów cytogenetycznych.

4 ćw. (Katedra Neurobiologii) Testy behawioralne - depresja

5 ćw. (Katedra Neurobiologii) Technika HPLC (materiał zwierzęcy – neurotransmitery aminokwasowe).

Aktualne piśmiennictwo naukowe w formie artykułów przeglądowych, prac doświadczalnych, monografii naukowych, raportów, ekspertyz oraz specjalistycznych podręczników w języku polskim i angielskim, ze źródeł stacjonarnych i elektronicznych.

T

T

T

Brak

Zajęcia laboratoryjne, prelekcje, konwersatoria

Ustalone przez prowadzących w poszczcególnych Instytutach Wydziału Biologii i Ochrony Środowiska UŁ.

Ustalone przez prowadzących w poszczcególnych Instytutach Wydziału Biologii i Ochrony Środowiska UŁ.

W poszczególnych instytutach proponowane są następujące moduły do wyboru przez studentów:

- Instytut Ekologii i Ochrony Środowiska:

Moduł 1

• Różnorodność biologiczna grzybów i glonów w ekosystemach o zróżnicowanym stopniu nasilenia antropopresji, ze szczególnym uwzględnieniem roli wskaźnikowej tych organizmów.

• Archeologia kryminalistyczna, entomologia i paleoklimatologia w badaniach nad rozwojem cywilizacji europejskiej od mezolitu do XX w.

• Ocena jakości i zanieczyszczenia wód z wykorzystaniem organizmów wskaźnikowych

• Pobieranie i archiwizowanie prób biologicznych wykorzystywanych w analizach genetycznych, Metody izolacji DNA, Zasady techniki PCR, Niestabilność mikrosatelitarna jako marker w ocenie genotoksycznego oddziaływania metali ciężkich u wybranych gatunków dziuplaków wtórnych.

Moduł 2

Wprowadzenie do podstawowych sposobów oceny rozwoju biologicznego człowieka i metod monitoringu warunków życia populacji ludzkich.

• Awifauna Polski. Obrączkowanie ptaków jako podstawowa metoda ornitologicznych badań terenowych. Synurbizacja ptaków. Ptasie migracje.

• Wprowadzenie do identyfikacji gatunków na podstawie makrośladów botanicznych

• Rozpoznawanie roślin - podstawowe narzędzia i metody. Różnice między roślinami naczyniowymi a zarodnikowymi. Planowanie badań terenowych. Zielnik - podstawa dokumentacji badań w terenie.

- Instytut Biochemii:

Moduł 1

1) Fizjologia i patofizjologia procesu krzepnięcia. Analiza wybranych parametrów hemostazy w kontekście przedawkowania leków lub innych substancji wpływających na krzepliwość krwi.

Treści kształcenia: Wprowadzenie do fizjologii hemostazy: mechanizmy prowadzące do wykrzepienia krwi i substancje zaburzające ten proces. Pomiary i znaczenie diagnostyczne czasu trombinowego, protrombinowego i czasu częściowej tromboplastyny po aktywacji w przypadku materiału od osób zdrowych i po zatruciach. Rola normalizacji wyników w zestawianiu i porównywaniu danych z różnych laboratoriów. Fibrynogen – białko ostrej fazy. Poziom osoczowego fibrynogenu jako jeden z markerów ryzyka zakrzepicy. Oznaczanie stężenia fibrynogenu w osoczu metodą Claussa z wykorzystaniem metodyki diagnostycznej. Ocena dynamiki i sprawności działania osoczowego układu krzepnięcia w warunkach fizjologicznych i patologicznych (hydroliza fibrynogenu i tworzenie skrzepu fibrynowego).

2) Wykrywanie leków i substancji pochodzenia roślinnego w materiale biologicznym

3) Badanie pokrewieństwa za pomocą analizy powtórzeń minisatelitarnych na przykładzie locus D1S280

Moduł 2

1) Monitorowanie parametrów układu hemostazy w ocenie ryzyka zakrzepicy lub krwotoku po intoksykacji. Oznaczanie aktywności wybranych czynników krzepnięcia krwi za pomocą koagulometru.

Treści kształcenia: Hemostaza osoczowa - analiza punktów kluczowych w kaskadzie krzepnięcia krwi ze wskazaniem etapów blokowanych przez leki i toksyny. Zaburzenia hemostazy w przypadku zatrucia substancjami silnie hepatotoksycznymi. Koagulometry - zapoznanie z budową i zasadą działania. Profil koagulologiczny osocza krwi – pomiary i interpretacja wyników. Oznaczanie czasu wykrzepiania osocza po aktywacji zewnątrz- i wewnątrzpochodnego szlaku krzepnięcia. Toksyny o działaniu antykoagulacyjnym. Układ fibrynolizy jako naturalny mechanizm kontrolujący ilość tworzonego włóknika oraz element fizjologicznej i patologicznej przebudowy tkanek. Oznaczanie aktywności plazminy metodą z użyciem syntetycznego chromogenu w osoczu osób zdrowych i materiale patologicznym.

2) Analiza polimorfizmów pojedynczych nukleotydów wykorzystywanych w kryminalistyce przy użyciu sond TaqMan

3) Identyfikacja osobnicza za pomocą analizy powtórzeń mikrosatelitarnych na przykładzie genów PLA2A1, CYP19, TPOX, TH01 oraz vWF

- Instytut Biofizyki:

Moduł 1

1. Genotoksyczność czynników chemicznych i fizycznych – uszkodzenia DNA – metoda kometowa

2. Analiza ekspresji genu. Izolacja RNA klasyczną metodą z TRIZOLem i przy użyciu testu

3. Wykorzystanie polimerazowej reakcji łańcuchowej w badaniach kryminalistycznych (gradientowy PCR, Real-Time PCR

4. Zastosowania cytometrii przepływowej w kryminalistyce

5. Zatrucia fenolami. Markery zatrucia związkami fenolowymi. Oznaczanie ilościowe p-nitrofenolu.

Moduł 2

1. Peroksydacja lipidów jako wskaźnik uszkodzeń oksydacyjnych

2. Analiza ekspresji genu na poziomie białka (technika Western blotting)

3. Oznaczanie płci z wykorzystaniem testu PCR (izolacja DNA genomowego)

4. Fizykochemiczne metody wykrywania śladów

5. Izolowanie i oznaczanie fenoli w wodzie, ekstrakcja na sączkach C18, rozdział chromatograficzny, densytometria i ilościowy opis frakcji (specjalistyczne oprogramowanie komputerowe do analizy frakcji)

- Instytut Mikrobiologii, Biotechnologii i Immunologii:

Moduł 1

„Techniki mikrobiologiczne w kryminalistyce”

Zasady BHP w pracy z drobnoustrojami. Standardy aseptyki i antyseptyki, właściwy ubiór, sterylizacja i dezynfekcja w prawidłowym zabezpieczeniu miejsca zdarzenia. Podstawowe pojęcia mikrobiologiczne. Zasady izolacji drobnoustrojów z różnych środowisk i materiałów istotnych w postępowaniu kryminalistycznym (powierzchnie stałe, materiały sypkie i płynne, tekstylia). Metody oparte na wymazach, odciskach, zawiesinach, rozcieńczeniach, filtracji. Zasady przechowywania i transportu próbek do laboratorium. Praca z drobnoustrojami. Pożywki, posiewy i hodowle mikrobiologiczne, morfologia makro- i mikroskopowa drobnoustrojów, rodzaje preparatów mikroskopowych, barwienie metodą Grama. Podstawy diagnostyki mikrobiologicznej. Metody identyfikacji drobnoustrojów w oparciu o aktywność enzymatyczną (podłoża różnicujące, wybiórcze, chromogenne, mikrotesty diagnostyczne), metody molekularne w diagnostyce – genetyczne, proteomiczne, lipidomiczne.

Moduł 2

„Podstawy mikrobiologii w kryminalistyce”

Zasady bezpiecznej pracy z materiałem zakaźnym. Zagrożenia, niebezpieczeństwa i korzyści wynikające z laboratoryjnych metod hodowli drobnoustrojów. Charakterystyka warunków wzrostu drobnoustrojów: rodzaju substancji odżywczych, źródeł energii, dostępności wody, tlenu i jonów nieorganicznych, odpowiedniej temperatury i pH. Hodowle beztlenowców i tlenowców. Przyjęte standardy w izolacji bakterii z różnych materiałów, cele i sposoby otrzymywania czystych kultur. Morfologia i podziały komórek bakterii i grzybów. Obserwacje mikroskopowe (mikroskop świetlny, kontrastowo-fazowy, fluorescencyjny) i sposoby barwienia drobnoustrojów. Struktura komórek bakteryjnych (budowa błony i ściany komórkowej, otoczek i warstwy S, rzęsek, fimbrii i innych składników bakterii). Formy przetrwalne - charakterystyka, znaczenie i cechy umożliwiające ich zastosowania w bioterroryźmie. Ocena wielkości i kształtu bakterii. Przegląd wybranych grup bakterii korzystnych i niekorzystnych dla człowieka.

- Instytut Biologii Eksperymentalnej:

Moduł 1

„Cytochemiczne i molekularne techniki stosowane w biologii kryminalistycznej” (20,8 godz.)

1 ćw. (Katedra Cytofizjologii) Techniki mikroskopowe stosowane w badaniu próbek pochodzenia roślinnego (mikroskopia świetlna, fluorescencyjna, konfokalna i elektronowa). Identyfikacja i analiza:- materiału organicznego i nieorganicznego, - komórek/tkanek żywych i martwych,- komórek prokariotycznych (bakterii i sinic) i eukariotycznych (grzybów, roślin i zwierząt) oraz tkanek. Badanie składu próbek na poziomie makro- i mikroskopowym z użyciem barwieniowych technik obrazowania.

2 ćw. (Katedra Biotechnologii Molekularnej i Genetyki) Elektroforeza w żelu poliakrylamidowym białek wyizolowanych różnymi metodami, porównanie zakresu ekstrakcji i wydajności procedur; techniki elektroforetyczne (teoria): SDS-PAGE, NuPAGE, AU-PAGE, ogniskowanie izoelektryczne (IEF), 2DE; wizualizacja: wysrebrzanie i wybarwianie białek CBB. Immunodetekcja białek – Western Blot

3 ćw. (Katedra Fizjologii i Biochemii Roślin) Analiza składu chemicznego badanych próbek pochodzenia roślinnego – wykrywanie związków toksycznych (trucizn) (technika HPLC).

4 ćw. (Katedra Neurobiologii) Testy behawioralne – lęk i agresja

5 ćw. (Katedra Neurobiologii) Technika HPLC (materiał zwierzęcy – monoaminy i metabolity).

Moduł 2

„Metody biologii molekularnej stosowane w badaniach materiału biologicznego” (20,8 godz.)

1 ćw. (Katedra Cytofizjologii) Identyfikacja geno- i cytotoksycznych uszkodzeń materiału roślinnego. Analiza próbek na poziomie makro- i mikroskopowym z użyciem barwieniowych technik obrazowania.

2 ćw. (Katedra Fizjologii i Biochemii Roślin) Wykrywanie środków ochrony roślin i metabolitów (technika HPLC).

3 ćw. (Katedra Biotechnologii Molekularnej i Genetyki) Zasady prowadzenia hodowli komórkowych. Metody hodowli limfocytów, wykonywanie testów i analiza preparatów chromosomowych; techniki różnicowego barwienia chromosomów. Charakterystyka testów cytogenetycznych.

4 ćw. (Katedra Neurobiologii) Testy behawioralne - depresja

5 ćw. (Katedra Neurobiologii) Technika HPLC (materiał zwierzęcy – neurotransmitery aminokwasowe).